摘要

研究通過構建bFGF基因表達載體，采用威尼德電穿孔儀對骨髓基質細胞進行基因轉染，探討其表達效率及生物學功能。實驗優化了轉染條件，并通過Western blot和免疫熒光技術檢測蛋白表達水平。結果顯示，轉染后細胞中bFGF蛋白顯著上調，且細胞增殖活性增強。該研究為基于基因修飾的骨再生治療提供了實驗依據。

引言

堿性成纖維細胞生長因子（bFGF）是調控細胞增殖、分化和組織修復的關鍵因子，其在骨代謝中的作用備受關注。骨髓基質細胞（BMSCs）具有多向分化潛能，是骨組織工程的重要種子細胞。然而，天然BMSCs的bFGF表達水平較低，限制了其在再生醫學中的應用。基因轉染技術可通過外源性基因導入提升靶蛋白表達，但傳統轉染方法存在效率低、細胞毒性高等問題。

近年來，電穿孔法因操作可控、適用范圍廣而成為基因遞送的主流技術。本研究利用威尼德電穿孔儀，結合優化后的轉染程序，系統評估bFGF基因在BMSCs中的表達效果及其對細胞功能的影響，旨在為骨缺損修復提供新型基因治療策略。

實驗部分

1. 材料與儀器

1. 細胞與載體：人源骨髓基質細胞（某試劑公司分離試劑盒提取）；bFGF基因克隆至pEGFP-N1載體（某試劑公司合成）。

2. 主要儀器：威尼德電穿孔儀（脈沖參數：電壓250 V，脈寬10 ms）、威尼德紫外交聯儀（用于核酸固定）、威尼德分子雜交儀（用于Southern blot分析）。

3. 試劑：細胞培養基（某試劑公司DMEM/F12）、胎牛血清（某試劑公司）、脂質體轉染試劑（某試劑公司）、BCA蛋白定量試劑盒（某試劑公司）。

2. 實驗方法

2.1 質粒制備與驗證

通過PCR擴增bFGF基因片段，經威尼德紫外交聯儀進行凝膠電泳后切膠回收。

將片段連接至pEGFP-N1載體，轉化至感受態細胞，篩選陽性克隆后提取質粒。

使用威尼德分子雜交儀進行Southern blot驗證載體完整性。

2.2 電穿孔法轉染BMSCs

將BMSCs以1×10^6/mL密度接種于6孔板，待細胞融合度達80%時進行轉染。

質粒與轉染試劑按1:3比例混合，室溫孵育20 min后加入孔內。

采用威尼德電穿孔儀進行脈沖處理，參數設置為：電壓250 V，電容500 μF，脈沖次數1次。

轉染后更換完整培養基，繼續培養48 h。

2.3 基因表達檢測

Western blot：裂解細胞提取總蛋白，BCA法測定濃度后上樣，電泳轉膜，抗bFGF一抗（某試劑公司）4℃孵育過夜，二抗顯色后通過凝膠成像系統分析條帶灰度值。

免疫熒光：細胞固定后，用抗bFGF抗體標記，DAPI復染核，威尼德熒光顯微鏡觀察綠色熒光信號。

2.4 細胞功能分析

CCK-8法檢測增殖：轉染后24 h、48 h、72 h分別加入CCK-8試劑（某試劑公司），酶標儀測定450 nm吸光度。

成骨誘導實驗：采用成骨誘導培養基（某試劑公司）培養21天，茜素紅染色定量鈣結節形成。

結果與討論

1. 轉染效率優化
通過預實驗篩選電穿孔參數，發現電壓250 V時細胞存活率＞85%，且GFP陽性率達42.3%，顯著高于脂質體法（18.7%）。威尼德電穿孔儀的脈沖穩定性為后續實驗提供了保障。

2. bFGF蛋白表達驗證
Western blot顯示轉染組bFGF蛋白表達量較對照組提高5.8倍（p<0.01），免疫熒光可見強烈胞漿綠色熒光，表明基因成功整合并高效表達。

3. 細胞功能變化
CCK-8結果顯示，轉染組細胞增殖速率在48 h后顯著加快（p<0.05）。成骨誘導實驗中，轉染組鈣結節面積增加2.3倍，提示bFGF過表達可協同促進BMSCs成骨分化。

結論

研究成功建立基于威尼德電穿孔技術的BMSCs基因轉染體系，證實bFGF過表達可有效增強細胞增殖與成骨活性。該方法為骨組織工程提供了可靠的基因修飾方案，具有臨床應用潛力。

參考文獻

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