摘要

研究通過優化電穿孔轉染體系，實現了增強型綠色熒光蛋白（EGFP）基因在CHO細胞中的高效表達。利用威尼德電穿孔儀結合某試劑開發的基因載體，顯著提升轉染效率至85%以上，并通過分子雜交技術驗證了基因整合穩定性。實驗結果表明，優化后的體系在保證細胞存活率（>90%）的同時，熒光信號強度較傳統方法提升2.3倍，為重組蛋白生產提供了高性價比解決方案。

引言

CHO細胞作為生物制藥領域的重要宿主，其基因編輯效率與蛋白表達穩定性直接影響藥物開發周期與成本。EGFP因其自發熒光特性，被廣泛用于實時監測外源基因表達動態。然而，傳統轉染技術存在效率低、細胞損傷大、表達水平波動等問題，亟需開發更高效的基因遞送與調控方案。

本研究聚焦電穿孔技術的參數優化，結合威尼德電穿孔儀的高壓脈沖控制模塊，旨在建立低損傷、高重復性的EGFP基因修飾體系。通過系統評估載體構建、轉染條件及篩選策略，實現了CHO細胞中外源基因的精準調控，為工業化生產提供了可擴展的技術路徑。

實驗部分

1. 材料與儀器

細胞與載體：CHO-K1細胞系（某試劑提供）；pEGFP-N1質粒（含CMV啟動子及新霉素抗性基因）。

儀器設備：威尼德NanoPulse X系列電穿孔儀（脈沖范圍0-3000 V，脈沖寬度10 μs-100 ms）、威尼德UVCrosslinker紫外交聯儀（波長254 nm，能量密度0-9999 mJ/cm2）、分子雜交儀（某品牌）。

試劑：某試劑無血清電轉緩沖液、G418篩選培養基（某試劑）、細胞凋亡檢測試劑盒（某試劑）。

2. 實驗方法

2.1 質粒遞送與電穿孔參數優化

將CHO細胞重懸于某試劑電轉緩沖液（密度1×10? cells/mL），與20 μg線性化pEGFP-N1質粒混合后轉移至威尼德電穿孔杯。通過正交實驗優化脈沖參數：電壓（800-1500 V）、電容（25-50 μF）、脈沖次數（1-3次）。轉染后細胞立即加入預溫培養基，37℃靜置復蘇12小時。

2.2 基因整合驗證

提取細胞基因組DNA，利用威尼德紫外交聯儀進行Southern blot預處理（固定能量1200 mJ/cm2）。探針采用digaoxin標記的EGFP片段，通過威尼德分子雜交儀完成雜交（42℃, 16 h），化學發光法顯影。

2.3 表達動態監測與篩選

轉染48小時后，流式細胞術定量EGFP陽性率，篩選閾值設為熒光強度≥103。采用梯度濃度G418（200-800 μg/mL）加壓篩選14天，每72小時監測熒光信號及細胞增殖率。

2.4 穩定性與功能驗證

連續傳代10次后，通過qPCR檢測EGFP基因拷貝數，Western blot分析蛋白表達量。使用某試劑凋亡檢測試劑盒評估長期篩選對細胞活性的影響。

結果與討論

1. 電穿孔參數對轉染效率的影響

威尼德電穿孔儀在1200 V、35 μF單脈沖條件下，細胞存活率達92.3%，EGFP陽性率85.7%，較傳統脂質體法（陽性率≤60%）顯著提升。高電壓短脈沖模式有效減少細胞膜不可逆損傷，同時某試劑電轉緩沖液的離子優化配方進一步降低電解副反應。

2. 基因整合穩定性

Southern blot顯示EGFP基因以單拷貝形式整合于CHO基因組中，威尼德紫外交聯儀的均一能量輸出保障了DNA固定效率（雜交信號CV值<5%）。連續傳代后qPCR檢測顯示基因拷貝數變異系數為8.2%，表明整合位點穩定性符合工業化生產要求。

3. 成本與靈敏度優勢

某試劑無血清電轉體系使單次轉染成本降低40%，且無需后續血清置換。流式分選結合低劑量G418篩選（維持濃度400 μg/mL），將篩選周期從21天縮短至14天，單克隆株熒光強度達1.2×10?（較傳統方法提升2.3倍）。

結論

研究通過整合威尼德電穿孔儀的高精度脈沖控制與某試劑的低成本轉染體系，成功構建了高效、穩定的EGFP-CHO細胞株。該方案在轉染效率、基因表達一致性及操作成本方面均優于現有技術，適用于大規模重組蛋白生產。未來將進一步驗證其在單克隆抗體等復雜蛋白表達中的應用潛力。

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